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Métabolisme du virus de l'immunodéficience humaine Protease Inhibitors indinavir et Ritonavir par Human Intestinal microsomes et Exprimé Cytochrome P4503A4 / 3A5: Mécanisme-Based Inactivation de cytochrome P4503A par Ritonavir Abstrait Les deux ritonavir et l'indinavir ont été facilement métabolisé par les microsomes intestinales humaines. La comparaison des profils de métabolites dans les incubations avec des microsomes entérocytes et a exprimé le cytochrome P450 (CYP) isoenzymes et immunoinhibition et des études d'inhibition chimiques ont montré le rôle essentiel de la sous-famille CYP3A dans le métabolisme des deux inhibiteurs de la protéase par le petit intestin. Ritonavir était similaire biotransformé par microsomes contenant CYP3A4 ou CYP3A5 isoenzymes exprimées (K M = 0,05-0,07 uM, V max = 1-1,4 nmol / min / nmol CYP). En revanche, à la fois les profils de métabolites et les paramètres cinétiques d'enzymes pour le métabolisme de l'indinavir par CYP3A5 exprimé (KM = 0,21 uM, V max = 0,24 nmol / min / nmol CYP) et CYP3A4 (KM = 0,04 uM, V max = 0,68 nmol / min / nmol CYP) étaient différentes. La biotransformation des deux indinavir et le ritonavir dans les microsomes entérocytes humains a été caractérisée par de très faibles valeurs K M (0,2-0,4 uM pour indinavir et 0,1 pM pour le ritonavir). V max pour le métabolisme de l'indinavir était plus élevée dans entérocytes (163 ± 35 pmol / min / mg de protéine) que dans le foie (68 ± 44 pmol / min / mg de protéine) microsomes. Le métabolisme du ritonavir dans le foie et les entérocytes microsomes a été associée à l'inactivation du CYP3A. La première V max pour le métabolisme du ritonavir par microsomes entérocytes était de 89 ± 59 pmol / min / mg de protéine. Les constantes apparentes de taux d'inactivation pour CYP3A intestinale et exprimé CYP3A4 étaient 0,078 et 0,135 min -1. respectivement. inactivation métabolique du CYP3A par le ritonavir explique l'amélioration de la biodisponibilité et la pharmacocinétique du ritonavir et l'élévation soutenue des niveaux d'autres sanguins, l'administration concomitante, des substrats du CYP3A. L'indinavir et le ritonavir (fig.1) représentent une nouvelle classe d'anti-VIH 1 des agents qui inhibent sélectivement le type 1 protéase du VIH. Les clive protéases virales polyprotéines précurseurs du VIH (Darke et al.. 1988). Ce processus est essentiel pour la maturation des virions infectieux (Göttlinger et al.. 1989). De nombreux inhibiteurs de la protéase ont été découverts. La plupart d'entre eux présentent une faible biodisponibilité orale et une élimination rapide. L'indinavir est l'un des premiers inhibiteurs de la protéase avec le renforcement de la biodisponibilité orale variant de 10 à 70% chez les différentes espèces (Vacca et al, 1994;.. Lin et al., 1996).. Sa demi-vie moyenne chez l'homme est de 1,8 h. Amélioration des propriétés pharmacocinétiques (demi-vie, 03.01 à 05.07 h) et la biodisponibilité orale élevée chez l'homme ont été récemment rapportées pour le ritonavir (Kempf et al 1995;.. Hsu et al., 1997).. Il a été démontré que les inhibiteurs de la protéase indinavir, le ritonavir et le saquinavir sont métabolisés principalement par les isoenzymes de la sous-famille CYP3A et dans une moindre mesure par le CYP2D6 (Kumar et al., 1996;. Chiba et al 1996, 1997;.. Fitzsimmons et Collins , 1997). Est une sous-famille CYP3A majeure d'enzymes d'oxydation dans l'intestin grêle et représente 70% de la teneur totale en CYP intestinal (Watkins et al.. 1987). CYP3A4 et CYP3A5 sont deux isozymes CYP3A qui sont couramment exprimées dans le tractus gastro-intestinal. L'intestin grêle a été démontré être un site important pour le métabolisme présystémique de la ciclosporine (Hébert et al.. 1992), le midazolam (Thummel et al.. 1996), la rifabutine (Iatsimirskaia et al.. 1997), et éventuellement d'autres substrats de CYP3A , y compris le saquinavir (Fitzsimmons et Collins, 1997). Biotransformation des inhibiteurs de la protéase par des enzymes CYP3A dans l'intestin peut représenter une biodisponibilité faible et variable. Récemment, Chiba et al. (1997) ont montré que l'intestin grêle est capable de métaboliser l'indinavir. Toutefois, la contribution de l'intestin pour le métabolisme de premier passage de l'indinavir, estimée à partir des données métaboliques in vitro (V max / K M) et intestinale du flux sanguin muqueux, a été suggéré d'être mineur. Le métabolisme du ritonavir par les enzymes intestinales n'a pas été examinée. Les structures chimiques et les positions d'étiquetage (*) de [14 C] indinavir et [14 C] fragments ritonavir et caractéristiques produits par CID-MS des ions moléculaires. un, présent dans les spectres CID de l'ion fils m / z 296; b. présente dans les spectres CID de certains métabolites. La coadministration de ritonavir a augmenté de manière significative les taux plasmatiques d'autres médicaments métabolisés par le CYP3A, y compris le saquinavir, pour lesquels une augmentation de 63-83 fois de l'ASC a été signalée (Kempf et al.. 1997). Ritonavir aussi puissamment inhibé le métabolisme médié par CYP de l'indinavir, le saquinavir et le nelfinavir dans les microsomes hépatiques humains; Cependant, aucun de ces inhibiteurs de la protéase a modifié le métabolisme du ritonavir in vivo ou in vitro. Les objectifs de la présente étude étaient de 1) déterminer et comparer enzyme paramètres cinétiques pour l'indinavir et le ritonavir dans des incubations avec des microsomes intestinaux humains, 2) estimer les contributions relatives des enzymes CYP spécifiques (CYP3A4 / 3A5 et CYP2D6) à la biotransformation de l'indinavir et ritonavir par le foie et l'intestin, et 3) fournir une explication in vitro pour l'inhibition soutenue par le ritonavir de l'élimination des autres, administrés simultanément, les substrats du CYP3A. Matériaux et méthodes Matériaux. indinavir Unlabeled que le sel de sulfate (99% de pureté. Le kétoconazole a été reçue de Janssen Life Science Products (Beerse, Belgique). 5-méthoxypsoralène était chez Aldrich Chemical Co. (Milwaukee, WI). HPLC ACN, le méthanol, et o - l'acide phosphorique ont été obtenus auprès de Fisher Scientific Products (Fair Lawn, NJ), et de la TEA était de JT Baker Inc. (Phillipsburg, NJ). Tous les autres produits chimiques ont été achetés auprès de Sigma Chemical Co. (St. Louis, MO). Des échantillons de foie humain ont été reçues des salles d'opération (Les Hôpitaux Ohio State University) ou l'Institut international pour la promotion de la médecine (Exton, PA). Des échantillons de l'intestin grêle humain étaient tous des salles d'opération de l'Ohio State University Hospitals, après les opérations de Roux-en-Y (Mason et al.. 1980). La collecte de spécimens pour la recherche a été approuvé par l'Ohio State University Biomedical Sciences humaines Comité d'examen Sujets. microsomes intestinaux et hépatiques ont été préparés comme décrit précédemment (Iatsimirskaia et al.. 1997). protéine microsomale a été déterminée par la méthode de Lowry et al. (1951). Souris MAB3A4, anticorps polyclonal de lapin contre la CYP2D6 et microsomes contenant CYP humain exprimé (CYP3A4, CYP3A5, CYP2D6 et) et réductase ont été achetés chez Gentest (Woburn, MA). Les incubations in vitro. En règle générale, les incubations microsomales ont été réalisées dans un volume de 0,5-3 ml, en double exemplaire (doublons étaient à moins de 15% de leur moyenne). Entérocytes ou le foie protéine microsomale (0,05 à 2 mg / ml) ou CYP recombinante (2-20 pmol / ml) en suspension dans un tampon de phosphate de potassium 50 mM, pH 7,4, a été pré-incubées pendant 2 min à 37 ° C dans un bain agitant avec 0.04-20 uM radiomarqué ritonavir ou 0,1-20 uM indinavir (non marqué ou étiqueté) ajouté à partir de solutions mères dans le méthanol; la réaction a été initiée par l'addition de NADPH (2 mM de concentration finale). Les incubations sans NADPH servi de témoins. La réaction a été arrêtée à 15 min (ritonavir) ou 2-40 min (indinavir) par addition de 4 volumes d'ACN, et les échantillons ont été centrifugés à 1500 g pendant 10 min. Le surnageant a été évaporé à sec sous azote à 40 ° C, le résidu a été remis en suspension dans 100-120 ul de la phase mobile, et 80 ul ont été analysés par HPLC pour le métabolisme total de ritonavir (méthode 2) ou de l'indinavir (méthode 6). La récupération de l'étiquette après précipitation avec ACN était ≥98% pour les deux indinavir et le ritonavir. Pour l'estimation des paramètres cinétiques enzymatiques, les conditions ont été maintenues pour assurer ≤20% disparition du substrat. En raison de la faible activité spécifique de [14 C] indinavir, médicament non marqué a été utilisé pour déterminer K M et des valeurs max V pour entérocytes et foie microsomes. Toutes les autres études quantitatives utilisées [14 C] indinavir. Les échantillons avec indinavir non marqué ont été incubées pendant 2-40 min en triple exemplaire, et la réaction a été stoppée par une agitation vigoureuse avec du 1-chlorobutane (4 volumes) contenant du 5-méthoxypsoralène (50 ng / ml) comme étalon interne. Après centrifugation (1500 g pendant 10 min), l'extrait 1-chlorobutane a été évaporée à sec sous atmosphère d'azote, le résidu a été remis en suspension dans 100 pi de phase mobile, et 80 ul ont été analysés par HPLC comme décrit ci-dessous (méthode 6). Les temps de rétention de l'étalon interne et l'indinavir étaient de 14,6 et 16,1 min, respectivement. Le rendement d'extraction était de 80% pour l'indinavir et 93% pour l'étalon interne. Les incubations en l'absence de NADPH ont été utilisés pour construire des courbes d'étalonnage, pour lequel les coefficients de corrélation ont été régulièrement 0,999. Les concentrations d'indinavir ont été déterminées à l'aide / ratios standards internes de drogue de la région de pointe. La limite de détection instrumentale pour indinavir non marqué était de 30 nM. Les paramètres K M et V max ont été déterminées en utilisant Eadie-Hofstee linéarisation. Time-cours études. Pour les études de décours temporel [14 C] indinavir (5 uM) ou de [14C] ritonavir (5 uM) a été incubée avec des entérocytes (0,4 ou 2 mg / ml de protéine) ou le foie (0,05 mg / ml de protéine), les microsomes, dans la présence de NADPH (2 mM) pendant 1 h. [14 C] Ritonavir (2 uM) a également été mis en incubation pendant 1 heure avec des microsomes contenant le CYP3A4 exprimé (50 pmol / ml). La réaction a été arrêtée à des moments déterminés par l'addition de l'ACN, de la manière décrite ci-dessus, et les échantillons ont été analysés par HPLC en utilisant le procédé 1 ou 2, pour le ritonavir et l'indinavir procédé 6 (voir l'analyse HPLC). Pour examiner l'effet de la pré-incubation sur le taux de métabolisme du ritonavir, du foie ou entérocytes microsomes ont été pré-incubées avec du [14 C] ritonavir jusqu'à 10 min à 37 ° C avant l'addition de NADPH. Profils et isolement des métabolites. Les profils des métabolites ont été étudiés par incubation de la [14 C] indinavir (5 uM) ou de [14C] ritonavir (2 ou 5 pM) avec des entérocytes ou le foie protéine microsomale (2 mg / ml pour l'indinavir et 0,4 mg / ml pour le ritonavir) ou exprimé CYP (100 et 25 pmol de CYP / ml pour l'indinavir et le ritonavir, respectivement) dans un volume de 1 ml, pendant 15 min (ritonavir) ou 30 min (indinavir). Le médicament parent et ses métabolites sont séparés par HPLC en utilisant les conditions décrites ci-dessous (méthode 1 pour le ritonavir et un procédé pour 4 indinavir). L'indinavir (10 uM) a été incubée avec le foie humain protéine microsomale (2 mg / ml, 80 ml) en présence de NADPH (1 mM) pendant 1 h; le mélange a été combiné avec un volume égal de 4 M tampon phosphate de potassium / sodium, à pH 7 et on extrait avec 3 volumes d'acétate d'éthyle (sous agitation, pendant 10 minutes). Après centrifugation à 1500 g pendant 10 min, la couche supérieure a été évaporée à sec dans un évaporateur sous vide et on redissout le résidu dans 6 ml de méthanol. L'extrait au methanol a été évaporé sous azote à 40 ° C, remis en suspension dans 100 pi de phase mobile, on a filtré à travers un filtre de 0,2 um, et injecté dans le système HPLC pour séparer les métabolites en utilisant la méthode 4. Les fractions de l'éluat correspondant aux principaux radioactifs pics (voir fig. 4) ont été collectés, et chacun a été extrait deux fois avec 6 ml d'acétate d'éthyle. Après centrifugation, les couches organiques combinées ont été séchées sous azote à 40 ° C, et le résidu a été redissous dans 100 ul de la phase mobile et injectés dans le système HPLC pour purification finale (procédé 5). Patterns de métabolites de [14 C] indinavir (5 uM) en incubations avec le foie humain et microsomes intestinaux (2 mg / ml de protéine) et les enzymes CYP recombinants (100 pmol CYP / ml). Les pics principaux ont été identifiés comme des produits d'oxydation du 1) indanyle (un seul site) et des groupes (IN1 et IN2), 2) pipéridinyle (un site) et de 1,1-1,1-dimethylethylaminocarbonylpiperazinyl dimethylethylaminocarbonylpiperazinyl (deux sites) (deux sites) groupes (In3), 3) phénylméthyle (un site) et le 1,1-dimethylethylaminocarbonylpiperazinyl (deux sites) groupes (In4), et 4) 1,1-dimethylethylaminocarbonyl (un site) et indanyle (un site) fractions (In6 ). Le ritonavir (5 uM) a été mis en incubation avec les microsomes hépatiques (2 mg / ml de protéine, avec 1 mM de NADPH, dans un volume final de 70 ml) pendant 30 min et on l'extrait deux fois avec un volume égal de 1-chlorobutane. Les phases organiques ont été réunies et évaporées à sec sous azote à 40 ° C, et le résidu a été redissous dans 150 ul de la phase mobile et injectés dans le système HPLC pour séparer les métabolites (méthode 1). Les fractions correspondant aux pics principaux radioactifs (cf. fig. 5) ont été collectés, et chacun a été mélangé avec un volume égal de tampon de phosphate de potassium 2 M / sodium, pH 7, et on l'extrait avec du 1-chlorobutane, comme décrit ci-dessus. La purification finale a été réalisée par rechromatographie de chaque métabolite par la méthode 3 (voir l'analyse HPLC). Schémas de métabolites de la [14 C] du ritonavir (5 pM) dans des incubations avec les entérocytes et les microsomes hépatiques humains (0,4 mg / ml de protéine) et 3A4 recombinante (25 pmol de CYP / ml). Les pics principaux ont été identifiés comme des produits suivants: 1) N - demethylation (R1), 2) l'oxydation du méthylthiazolyle fragment (R2), 3) l'hydroxylation de la chaîne latérale d'isopropyle (R3), et 4) le clivage de l'acide 2- (1 méthyléthyl) thiazolylméthyle groupe (R4). L'inhibition par le kétoconazole. L'inhibition du métabolisme par le kétoconazole a été étudiée par incubation d'entérocytes ou le foie protéine microsomale (de 0,2 à 0,6 mg / ml) avec 1 uM de [14 C] indinavir (20 min) ou 0,5 uM de [14C] ritonavir (15 min), en présence de différentes concentrations de kétoconazole (0,05-20 pm). Les échantillons ont été analysés pour la formation de métabolites totaux en utilisant des méthodes 2 (ritonavir) et 6 (indinavir). Études immunoinhibition. Typique (par des profils de CLHP) foie (LMS 9) et entérocytes (EMS 10 et EMS 13) microsomes ont été utilisés pour les études de immunoinhibition. Les microsomes ont été préincubées avec MAB3A4 (0,5 à 5 mg d'IgG / mg de protéine microsomale), ou un anticorps dirigé contre le CYP2D6 (0,2 à 2 mg d'IgG / mg de protéine microsomale) à la température ambiante pendant 15 min (MAB3A4) ou 30 min (anti-CYP2D6), puis par l'addition de [14 C] indinavir (1 uM) ou de [14C] ritonavir (0,5 uM). La réaction a été initiée par l'addition de NADPH, et les échantillons ont été mis en incubation pendant 15 min (ritonavir) ou 20 min (indinavir) à 37 ° C et analysé pour déterminer le métabolisme total de l'indinavir (méthode 6) ou le ritonavir (méthode 2). Co-incubation de indinavir et Ritonavir. Le ritonavir (0,05 M) et [14C] indinavir (5 uM) ont été co-incubées avec des microsomes des entérocytes humains (0,4 à 0,5 mg / ml de protéine), dans des aliquotes de 1 ml, en présence de NADPH pendant 1 h. La réaction a été arrêtée à 10, 20, 30, 40, 50 ou 60 minutes par l'addition d'ACN, et les échantillons ont été analysés pour le métabolisme total de l'indinavir (par la formation de produits, en utilisant la méthode 6) ou le ritonavir (par la disparition du médicament, en utilisant le procédé 2), comme décrit ci-dessous (voir l'analyse HPLC). L'inactivation du CYP par Ritonavir. Tout d'abord, entérocytes microsomes (0,5 mg / protéines ml) ont été pré-incubées avec du ritonavir (0,075 M) et du NADPH pendant 20 min (dans ces conditions, le ritonavir est entièrement métabolisé), [14C] indinavir (5 uM) a été ajouté et le mélange a été mis en incubation pendant 20 min. Deux contrôles consistaient en pré-incubation de microsomes pendant 20 minutes en l'absence de ritonavir, l'addition de [14 C] indinavir (seul ou conjointement avec du ritonavir) et incubation pendant 20 minutes supplémentaires. Les réactions ont été arrêtées par mélange avec de l'ACN, et un total de métabolites radiomarqués ont été mesurés par la méthode 6. La nature de l'inhibition du métabolisme indinavir par le ritonavir a été examiné par une co-incubation 100 uM [14 C] indinavir et 0,075 uM ritonavir avec des microsomes de entérocytes (en triple exemplaire) pendant 15 min. Les incubations ne contenant que du [14 C] indinavir ont servi de témoins. La réaction a été stoppée par l'addition d'ACN, et les échantillons ont été analysés pour le métabolisme total de l'indinavir (méthode 6). En second lieu, l'effet du ritonavir sur l'activité de CYP hépatique, a été étudiée par incubation de la [14 C] du ritonavir (5 pM) avec des microsomes hépatiques (0,5 mg / ml de protéine dans un volume de 5 ml) et de NADPH, en triple exemplaire, pour 30 min à 37 ° C (conversion de ~20% en métabolites); les mélanges d'incubation ont été placés dans de la glace pendant 1 min et ultracentrifugé à 100 000 g pendant 30 min à 4 ° C. Le surnageant contenant les métabolites ont été recueillies pour étudier l'effet des métabolites sur le métabolisme du ritonavir (voir ci-dessous). Les culots ont été remis en suspension dans 10 ml de tampon phosphate 0,05 M, et la centrifugation a été répétée. L'élimination de la radioactivité de l'incubation avec le ritonavir, après deux lavages était d'environ 90%. Le culot de microsomes de chaque incubation a été homogénéisé dans 5 ml de tampon phosphate froid et mis en incubation avec du ritonavir (5 uM) et du NADPH (2 mM), dans des aliquotes de 0,5 ml, pendant 5, 10 ou 20 min; la disparition du ritonavir a été mesurée par la méthode 2. microsomes hépatiques incubés sans ritonavir et traités de la même servi de témoins. L'effet des métabolites sur le métabolisme du ritonavir a été étudiée par l'incubation fraîche protéine de microsomes hépatiques (0,5 mg / ml) avec le surnageant provenant de la première ultracentrifugation et de [14 C] ritonavir (ajustée à une concentration finale de 5 uM) à 37 ° C pendant 5, 10 ou 20 min. Après achèvement de la réaction, les échantillons ont été analysés pour déterminer la disparition du ritonavir (méthode 2). Dans une expérience séparée, le ritonavir non marqué (5 uM) a été incubée avec une protéine entérocytes microsomale (2 mg / ml, 1,5 ml) en présence de NADPH pendant 15 min à 37 ° C (20% de conversion en métabolites). La réaction a été stoppée par l'addition d'ACN, et les échantillons ont été traités comme décrit ci-dessus pour les incubations in vitro. Le résidu a été remis en suspension dans 120 ul d'un mélange de méthanol / 0,01% de TFA (1: 1) et 80 pl a été injecté dans le système HPLC. les métabolites du ritonavir ont été séparés à partir du composé parent en utilisant un gradient linéaire de 25-75% d'ACN et d'une phase aqueuse de 0,01% de TFA dans de l'eau distillée, avec une détection UV à 210 nm. L'éluat (15 ml) contenant un mélange de métabolites, a été recueilli dans un tube d'incubation et on évapore à sec sous azote. Le résidu a été redissous dans 20 ul de methanol à 50%, mélangés avec des microsomes des entérocytes frais (2 mg / ml, 1 ml) et mis à incuber avec du [14 C] du ritonavir (5 uM) pendant 15 min et les échantillons ont été analysés par la méthode 2. éluats de incubations sans ritonavir qui ont été traités comme décrit ci-dessus a servi les contrôles. En troisième lieu, l'effet des agents radicalaires de piégeage libre sur l'inactivation du CYP a été étudiée dans des incubations de microsomes hépatiques (1 mg / ml de protéine, 0,3 ml, en double) avec du ritonavir (5 pM), en présence ou en l'absence de glutathion réduit (1 mM), de l'acide ascorbique (2 mM), de N - acetylcysteine (5 mM) ou de la superoxyde dismutase (300 unités / ml) pendant 5, 10 ou 20 min. Les échantillons ont été analysés pour déterminer la disparition du ritonavir en utilisant la méthode 2. Estimation de k. Les expériences du temps bien sûr dans des conditions de S »K M (5 uM ritonavir et 2 mg / ml de protéine pour microsomes entérocytes ou 2 uM ritonavir et 50 pmol / CYP3A4 ml) ont été utilisés pour calculer k. en supposant que le schéma suivant d'inactivation enzymatique: Dans des conditions expérimentales avec S »K M. la vitesse de réaction (v) est exprimé par l'équation 1 et, par conséquent, par intégration de l'équation. L'équation 1 2 La relation observée entre la concentration totale du produit (P) et du temps (t) est linéaire dans les parcelles à double réciproque (coefficient de corrélation de 0,99 pour les microsomes entérocytes et CYP 3A4) et, par conséquent, pourrait être exprimé par l'équation équation 3 Linéarisation du temps, - course données dans les parcelles à double réciproque a été décrite précédemment (Roy, 1972). La demi-inactivation du temps t 1/2 et de la concentration maximale du produit P max ont été déterminées en traçant 1 / P vs 1 / t. K est calculé comme dans LN2 / t 1/2 et le rapport de partage k 2 / k en tant que P max / E 0. où E 0 est la concentration initiale de l'enzyme. Compte tenu de la non-linéarité du métabolisme du ritonavir, 15 min incubations avec des entérocytes et les microsomes hépatiques ont été utilisées pour les études cinétiques, pour augmenter la sensibilité de l'essai. Les vitesses initiales pour chaque concentration de substrat ont été estimées à partir de l'hypothèse que l'enzyme inactivation est proportionnelle à la formation du produit (Gray et Tam, 1991). L'analyse HPLC. Procédure générale. Tous les échantillons ont été analysés en utilisant un système HPLC (modèle 1090, Hewlett-Packard, Palo Alto, CA) équipé d'un détecteur UV à barrette de diodes et un écoulement en série analyseur Radiomatic A-500 à scintillation, d'une cellule d'écoulement à scintillation solide (Packard, Meriden , CT). Le débit de la phase mobile était de 1,5 ml / min. Ritonavir. Pour l'isolement de métabolites et l'analyse des profils, les conditions précédemment décrites (Kumar et al.. 1996) ont été utilisés, avec des modifications mineures. La séparation des métabolites (détectée par radioactivité ou par absorption à 210 nm) a utilisé une colonne Hypersil 5C18 (250 x 4,6 mm, Phenomenex, Torrance, CA) et un gradient linéaire de 40 min de 25 à 67% d'ACN avec une phase aqueuse contenant 0,1% TFA, ajusté à pH 4,8 avec de l'acétate d'ammonium (méthode 1). Pour la détermination du métabolisme totale (formation de métabolites et / ou la disparition de la molécule mère), les échantillons ont été analysés avec un gradient de 15 min de 25 à 75% d'ACN, avec détection en ligne de la radioactivité (méthode 2). Le temps de rétention du ritonavir dans ces conditions était de 12,9 min. la purification finale des métabolites majeurs, qui ont été contrôlés par absorption UV à 210 nm, a été réalisée avec un gradient linéaire de 40 min de 25 à 67% d'ACN avec une phase aqueuse contenant mM de tampon 10 phosphate de potassium, pH 7 (méthode 3). Indinavir. L'analyse des profils et la collecte des métabolites utilisé une colonne C18 Capcell Pak 5 um UG-120A (250 x 4,6 mm, Phenomenex) et un gradient de phase mobile de 20 à 31% d'ACN sur 0-33 min, puis 31 à 80% ACN pendant 33-48 minutes, avec une phase aqueuse de 0,2% de TEA ajusté à pH 7 avec de l'acide phosphorique o - (méthode 4). La purification finale des métabolites utilisés un gradient linéaire de 42 min de 20-34% ACN avec une phase aqueuse contenant 0,02% de TEA, pH 7 (ajusté avec de l'acide phosphorique o-) (méthode 5). Pour l'analyse du métabolisme totale, une colonne Hypersil 5C18 (250 x 4,6 mm, Phenomenex) et un gradient linéaire de 18 min de 25 à 45% d'ACN avec une phase aqueuse de 0,3% de TEA, pH 6, avec détection UV à 240 nm ou détection en ligne de la radioactivité, ont été utilisés (méthode 6). Le temps de rétention de l'indinavir dans ces conditions était de 16,1 min. Identification des métabolites par MS. données MS ont été obtenues à l'aide d'un triple-quadripôle spectromètre VG Quattro I masse (Micromass, Beverly, MA) équipé d'une sonde ESI triaxial. Les échantillons, après purification par HPLC, ont été dissous dans une solution / eau / acide acétique (75: 25: 0,1), de l'isopropanol. Un liquide de gaine composée des mêmes solvants a été perfusée à un débit de 5 ul / min, afin de maintenir une pulvérisation stable. Des échantillons ont été perfusées manuellement à un débit de ~ 10 ul / min. L'argon est utilisé comme gaz de collision pour obtenir les spectres CID. Les spectres ont été acquis dans le mode ions positifs. Le réglage de la tension de cône de 35 V a été utilisé pour obtenir des ESI ou les spectres CID. Pour repérer l'emplacement des modifications de composé d'origine, une tension de cône de 75 V a été utilisé pour induire la fragmentation source. Tous les spectres ESI plein-scan ont été obtenus à la résolution de l'unité, alors que les spectres CID ont été obtenus à des résolutions inférieures pour améliorer la détectabilité. CID-MS de la molécule protonée produit un certain nombre de fragments caractéristiques de l'indinavir [m / z 614 ([M + H] +), 513, 465, 421, 338, et 133] et le ritonavir [m / z 721 ([M + H] +), 551, 426, 296, 268, 197, 171, 140 et 98], qui étaient en accord avec les schémas de fragmentation proposée montre la fig. 1. Les ions de diagnostic suivants ont été utilisés pour l'identification structurale des métabolites de l'indinavir: IN1 et IN2. m / z 662 (614 + 48) ([M + H] +), 569 (521 + 48), 354 (338 + 16), 149 (133 + 16) et 131 (149-18); In3. m / z 662 (614 + 48) ([M + H] +), 553 (521 + 32), 338, 133 et 107 (91 + 16); In4. m / z 662 (614 + 48) ([M + H] +), 569 (521 + 48), 354 (338 + 16), 133 et 107 (91 + 16); In6. m / z 646 (614 + 32) ([M + H] +), 529 (513 + 16), 481 (465 + 16), 437 (421 + 16), 354 (338 + 16) et 149 (133 +16). Affectation des structures au ritonavir métabolites a été basée sur les fragments caractéristiques suivantes: R1. m / z 707 (721-14) ([M + H] +), 426, 282 (296-14), 254 (268-14), 157 (171-14), 140 et 98; R2. m / z 737 (721 + 16) ([M + H] +), 442 (426 + 16), 296, et 114 (98 + 16); R3. m / z 737 ([M + H] +), 551, 426, 312 (296 + 16), 284 (268 + 16), 213 (197 + 16), 187 (171 + 16), 98 et 59 ( 43 + 16); R4. m / z 582 (721-139) ([M + H] +), 525, 426 et 98. Résultats Cours Durée du métabolisme de l'indinavir et de Ritonavir. La biotransformation des deux inhibiteurs de la protéase dans les microsomes des entérocytes humains dépendait NADPH. Le taux de métabolisme de l'indinavir était linéaire pendant incubations 1 h (fig. 2). Par contraste avec l'indinavir, le décours temporel du métabolisme du ritonavir dans des incubations avec des entérocytes et les microsomes hépatiques et celles contenant le CYP3A4 est exprimé non linéaire (fig. 2). Les durées du métabolisme du ritonavir dans des microsomes entérocytes à deux concentrations différentes de protéines (0,4 et 2 mg / ml) étaient les mêmes, lorsqu'elles sont exprimées par mg de protéine microsomale. La pré-incubation avec du ritonavir ou entérocytes microsomes hépatiques pendant 10 minutes sans NADPH n'a eu aucun effet sur l'évolution temporelle de son métabolisme initiée par addition de NADPH. L'évolution temporelle de la formation du ritonavir métabolite R3 est linéaire pendant 20 min dans les microsomes de foie, mais pas dans les microsomes des entérocytes (fig. 3). bien sûr du temps du métabolisme in vitro de l'indinavir et le ritonavir. microsomes entérocytes (EMS) (2 mg / ml) ont été mises à incuber avec 5 uM de [14C] indinavir ou [14C] ritonavir en présence de NADPH (2 mM). [14 C] Ritonavir (2 uM) a également été mis en incubation avec les microsomes contenant CYP3A4 exprimé (50 pmol / ml). Les échantillons ont été analysés pour la formation de métabolites totaux, comme décrit dans Matériels et Méthodes. Chaque point de données est la moyenne de deux déterminations. Les données temps-cours pour le métabolisme du ritonavir ont été ajustées à eq. 2 en utilisant le logiciel SigmaPlot (Jandel Scientific). cours du temps de la formation du métabolite R3 dans des incubations de ritonavir avec le foie et les microsomes intestinaux. Le ritonavir (5 uM) a été incubée avec le foie humain (0,05 mg / ml) ou entérocytes (0,4 mg / ml) microsomes pendant jusqu'à 20 minutes, et les échantillons ont été analysés pour la formation de R3 tel que décrit dans Matériels et Méthodes. Chaque point de données est la moyenne de deux déterminations. Le métabolisme de l'indinavir. Les profils des métabolites dans entérocytes et des microsomes hépatiques et CYP3A4 exprimé étaient essentiellement les mêmes (fig.4). Une différence mineure impliquée métabolite In1. qui a été produit par le foie, mais pas entérocytes microsomes ou CYP3A4 exprimé. In1 était l'un des deux produits formés par le CYP2D6. Les profils de métabolites de l'indinavir en incubations avec microsomes contenant CYP3A5 ou CYP3A4 exprimé étaient différents. Cinq produits ont été formés dans des incubations avec CYP3A4, alors que seulement trois métabolites sont apparus dans des incubations avec CYP3A5. Métabolites produits dans des incubations de l'indinavir avec des microsomes hépatiques humains résultent de l'oxydation du (site de l'une d'oxydation 1) indanyl) et le 1,1-dimethylethylaminocarbonylpiperazinyl (deux sites d'oxydation) des groupes (IN1 et IN2), 2) pipéridinyle (un site d'oxydation) et 1,1-dimethylethylaminocarbonylpiperazinyl (deux sites d'oxydation) des groupes (In3), 3) un phénylméthyle (le site d'une oxydation) et de 1,1-dimethylethylaminocarbonylpiperazinyl (deux sites d'oxydation) des groupes (In4), et 4) 1,1-dimethylethylaminocarbonyl (une oxydation site) et indanyle (un site d'oxydation) des fragments (IN6). Les enzymes paramètres cinétiques pour le métabolisme de l'indinavir par CYP3A4 et CYP3A5 diffèrent également les uns des autres (table1). Les valeurs de KM apparentes étaient similaires dans les entérocytes et le foie microsomes (0,25 ± 0,07 et 0,21 ± 0,13 uM, respectivement), tandis que les valeurs max V étaient 2 fois plus élevée chez entérocytes que microsomes hépatiques (163 ± 35 et 68 ± 44 pmol / min / mg, respectivement). Les paramètres cinétiques pour le métabolisme de l'indinavir par le foie individuel (LMS) et entérocytes (EMS) microsomes et exprimées CYP3A4 / enzymes CYP3A5 Métabolisme des Ritonavir. Le profil des métabolites du ritonavir dans des microsomes entérocytes différait de celle dans les microsomes hépatiques (fig. 5). microsomes entérocytes biotransformé ritonavir à de nombreux produits, dont quatre seulement (R1 - R4) étaient détectables dans des incubations avec des microsomes hépatiques. Les principaux métabolites du ritonavir isolés à partir d'incubations avec des microsomes hépatiques humains ont été identifiés comme des produits suivants: 1) N - demethylation (R1), 2) l'oxydation du groupement méthylthiazolyle (le site exact, le méthylène carbone, d'azote ou de soufre de la thiazolyle anneau, est encore inconnue) (R2), 3) l'hydroxylation de la chaîne latérale d'isopropyle (R3), et 4) le clivage de l'acide 2- (1-méthyl-éthyl) thiazolylméthyle groupe (R4). Le ritonavir métabolites R2. R3. et R4 avait déjà été isolé et identifié dans des incubations avec des microsomes hépatiques humains (Kumar et al.. 1996), alors que le produit déméthylé (R1) était nouvelle. Les valeurs K M et V max pour le métabolisme total de ritonavir dans les microsomes entérocytes étaient 0,063 ± 0,045 uM et 89,4 ± 59,3 pmol / min / mg de protéine, respectivement. Les deux modes de métabolites et les paramètres cinétiques pour le métabolisme du ritonavir par des enzymes CYP3A recombinants sont similaires à celles dans les microsomes des entérocytes (fig. 5 Tableau 2). CYP3A4 Exprimé et CYP3A5 métabolisés ritonavir avec des profils très similaires des métabolites et des paramètres cinétiques (tableau 2). Dans les microsomes hépatiques, le K M pour la formation du métabolite principal (R3) était de 0,92 ± 0,07 pm et la Vmax était de 20,1 ± 2,2 pmol / min / mg de protéine. CYP2D6 catalyse la formation d'un seul metabolite du ritonavir, R3 (non représenté), avec un K M de 1,0 pm et une Vmax de 0,93 pmol / min / pmol de CYP. Les paramètres cinétiques pour le métabolisme du ritonavir par le foie individuel (LMS) et entérocytes (EMS) microsomes et exprimées enzymes CYP L'inhibition par le kétoconazole. Le kétoconazole inhibe le métabolisme de l'indinavir de façon similaire dans entérocytes et le foie microsomes, d'une façon dépendante de la concentration (90% à 1 uM). Le kétoconazole a également inhibé le métabolisme du ritonavir dans les deux entérocytes et le foie microsomes (fig. 6). Cependant, l'inhibition était plus marquée dans les microsomes entérocytes que dans les microsomes hépatiques (75 et 35%, respectivement, à 5 um). Inhibition du métabolisme du ritonavir par kétoconazole dans des incubations avec des microsomes hépatiques et entérocytes. Hépatiques (0,4 mg / ml) et entérocytes (0,2 mg / ml) microsomes ont été incubées avec du [14 C] ritonavir (0,5 uM) en présence de différentes concentrations en cétoconazole pendant 15 min à 37 ° C. Le pourcentage d'activité de contrôle a été calculé pour la formation de métabolites totaux et R3 (Les microsomes hépatiques). Les points de données sont des moyennes ± SD pour trois déterminations. Immunoinhibition. MAB3A4 (5 mg / mg de protéine) a inhibé le métabolisme de l'indinavir dans les microsomes entérocytes humains de 100% et que les microsomes du foie de 78%. L'inhibition du métabolisme du ritonavir par MAB3A4 (5 mg / mg de protéine) dans les microsomes entérocytes était de 75%; dans les microsomes hépatiques, l'inhibition du métabolisme total était de 49%, tandis que la formation de R3 est inhibée par 27% seulement (fig.7 a). respectivement. Discussion Remerciements